1樓：小比垃圾堆積的
問錯地方了。這麼專業的生物知識，最好去搜尋文獻。關於包涵體的文獻太多了。基本上做蛋白的都有涉及。 不要在這問，自己多一些文獻，比這裡的回答強的多。
簡單找了點。
對於尿素和鹽酸胍該怎麼選擇?
尿素和鹽酸胍屬中強度變性劑，易經透析和超濾除去。它們對包涵體氫鍵有較強的可逆性變性作用，所需濃度尿素8-10m，鹽酸胍6-8m。尿素溶解包涵體較鹽酸胍慢而弱，溶解度為70-90%，尿素在作用時間較長或溫度較高時會裂解形成氰酸鹽，對重組蛋白質的氨基進行共價修飾，但用尿素溶解具有不電離，呈中性，成本低，蛋白質復性後除去不會造成大量蛋白質沉澱以及溶解的包涵體可選用多種色譜法純化等優點，故目前已被廣泛採用。
鹽酸胍溶解能力達95%以上，且溶解作用快而不造成重組蛋白質的共價修飾。但它也有成本高、在酸性條件下易產生沉澱、復性後除去可能造成大量蛋白質沉澱和對蛋白質離子交換色譜有干擾等缺點。
2. 怎樣洗滌包涵體？
通常的洗滌方法一般是洗不乾淨的，可以先把包涵體用6m鹽酸胍溶解充分，過濾除去未溶解的物質，注意留樣跑電泳，然後用水稀釋到4m,離心把沉澱和上清分別跑電泳，如此類推可以一直稀釋到合適的濃度，可以找到一個合適去除雜質的辦法，其實這就是梯度沉澱的方法，比通常的直接洗脫效果好。
3. 8m尿素溶解的包涵體溶液應如何儲存?
在4度放置半個月，都沒什麼問題 。在室溫放置超過48小時，可能會對目的蛋白有影響，因為尿素在鹼性條件下可使一些氨基酸醯基化，所以早些處理bi溶液比較好。
4. 包涵體復性有什麼原則？
低濃度，平緩梯度，低溫。
5. 復性時的蛋白濃度是？
一般使用濃度為0.1-1mg/ml，太高的濃度容易形成聚體沉澱，太低的濃度不經濟，而且很多蛋白在低濃度時不穩定，很容易變性。
6. 復性中蛋白析出是怎麼回事？該怎麼處理？
出現蛋白析出，肯定是條件變化太劇烈了。復性應該採取復性液濃度和ph值逐漸變化的方法，例如根據包涵體的溶液成分，每隔1個ph或濃度值配置一種溶液，逐步透析到正常。此外透析時必須濃度極低，條件溫和，使蛋白質能夠正確摺疊。
但是復性的比率應該很低。
若加變性劑尿素可加到2m，鹽酸胍可加到1-1.5m；
另外可將甘油濃度增加，範圍可在≤30%，且在復性樣品中也可加適量甘油。
蛋白質復性時的ph是指室溫ph還是冷藏後的ph
2樓：
蛋白質的復性
蛋白質復性的最大問題，是在復性過程中形成中間體和多聚體，中間體阻礙作用大的使蛋白質正確摺疊困難，復性就困難；阻礙小或無阻礙的容易復性。降低蛋白濃度可以減少中間體形成提高復性率。減少中間體的形成，可選用新增小分子物質，又叫分子伴侶，如精氨酸、甘油、peg等小分子物質幫助蛋白質正確摺疊。
避免多聚體的形成入氧化還原劑（dtt、szlig;－me、還原型谷胱甘肽、氧化型谷胱甘肽、cu2＋等），幫助蛋白質復性中二硫鍵的正確配對，減少錯配率。
復性緩衝液的ph要遠離等電點，離子強度不易過高，10－50mmol/l，離子強度太高蛋白質易發生沉澱，也不利於離子交換層析的分離；復性液溫度不易過高在4℃－10℃較合適對於耐熱蛋白也可以室溫復性。復性時間，以天然表達的重組蛋白復性應在6hr以上，需要進行酶切的融和表達重組蛋白，至少要復性1hr以上，方可進行進一步的酶切。
復性方式：常用的有透析復性和稀釋復性。透析復性適用於小樣品製備；對於大樣品製備，採用稀釋復性法簡便、實用。
一般包含體蛋白的復性濃度不易過大，不同的蛋白質有所區別，一般掌握在100－200ug/ml較合適，蛋白濃度太稀使純化流程過長，蛋白濃度太濃，蛋白質復性不完全，會直接影響蛋白的**率。直接稀釋有困難的，也可以試用分段稀釋法。
蛋白質的復性是重組蛋白純化中最關鍵和最複雜的問題。蛋白質的性質不同，所處的環境不同，使其復性條件大不相同。任何一個蛋白質都有一個最佳的復性條件，這個最佳條件的選擇是靠大量的實驗來完成的。
只有選擇到了合適的復性緩衝液，使蛋白得以正確摺疊，才能使進一步的層析分離得以順利完成。
什麼是蛋白質的復性和變性何為蛋白質的變性和復性作用
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